Academic literature on the topic 'Axones (Biologie) – Histologie'

La microscopie optique chez les animaux vivants est un outil de recherche prometteur pour l’avancement de la neurobiologie. L’imagerie intravitale offre un aperçu en direct de la réponse des cellules individuelles aux dommages affectant le système nerveux. Combinée à la vaste gamme de souris transgéniques disponibles commercialement et compatibles avec différents modèles animaux de maladies neurodégénératives, la microscopie in vivo favorise la compréhension du déroulement des pathologies et du fonctionnement des thérapies. Il est capital de travailler à l’émergence de cet outil, qui se présente comme une stratégie dotée d’un énorme potentiel. Le projet de doctorat décrit dans cette thèse porte donc sur le développement et l’utilisation d’une plateforme de microscopie quantitative, multimodale et non linéaire pour l’imagerie de la moelle épinière chez les animaux vivants. Premièrement, nous avons enrayé la dépendance en polarisation de l’intensité du signal de diffusion Raman cohérente (CARS, « coherent anti-Stokes Raman scattering »), de façon à adapter les images à l’interprétation histologique. Nous avons appliqué cette technique afin d’étudier l’histologie de la myéline de la moelle épinière du rat. En second lieu, nous avons proposé une nouvelle procédure d’analyse d’images compatible avec l’imagerie d’animaux vivants, dans le but de faire de l’histologie des axones myélinisés. Nous avons alors quantifié, dans un modèle de blessure par écrasement d’un nerf, la démyélinisation proximale et la remyélinisation distale au site de lésion ex vivo et in vivo respectivement. Troisièmement, nous montrons que l’imagerie de CARS de la moelle épinière de souris vivantes peut être réalisée avec un microendoscope, et ce tout en conservant sa compatibilité avec le signal de fluorescence par excitation à deux photons. Finalement, nous discutons d’une stratégie de traitement numérique d’images pour réduire les artefacts reliés au mouvement de l’animal. Cette technique permet l’étude histologique de la myéline et la quantification de la motilité des cellules microgliales dans leur environnement natif. En définitive, cette thèse démontre que la microscopie de CARS in vivo progresse peu à peu vers un outil grand public en neurobiologie.
Optical microscopy in living animals is a promising research tool for the evolution of neurobiology. Intravital imaging offers a live preview of how individual cells respond to the nervous system damages. Applying in vivo microscopy to a panoply of transgenic mice used with different animal models of neurodegenerative diseases promotes the understanding of the progress of pathologies and the comprehension of how therapies work. It is thus essential to promote the emergence of optical microscopy technologies in living animals because it is a strategy with great potential. Therefore, the project described in this doctoral thesis focuses on the development and use of a microscopy platform for quantitative, multimodal and nonlinear imaging of the spinal cord in living animals. First, we alleviated the polarization dependence of the coherent anti-Stokes Raman scattering (CARS) signal intensity. This strategy makes images more amenable to histological interpretation. With this technique, we studied the histology of myelin in the rat spinal cord. Secondly, we proposed a new image analysis procedure compatible with live animals imaging in order to achieve the histology of myelinated axons. We quantified the demyelination proximal, and remyelination distal to the crush site ex vivo and in vivo respectively. Third, we showed that CARS imaging of the spinal cord in living mice can be achieved with a microendoscope, and this while maintaining compatibility with the two-photon excitation fluorescence signal. Finally, we discuss a digital image processing strategy that reduces imaging artifacts related to movement of the animal. This technique allows the histological study of myelin and the quantification of the motility of microglial cells in their native environment. Ultimately, this thesis demonstrates that in vivo CARS microscopy progresses gradually towards a robust tool for research in neurobiology.

Traumatic brain injury (TBI) is a leading cause of disability worldwide. Annually, 150 to 200/1,000,000 people become disabled as a result of brain trauma. Axonal degeneration is a critical, early event following TBI of all severities but whether axon degeneration is a driver of TBI remains unclear. Molecular pathways underlying the pathology of TBI have not been defined and there is no efficacious treatment for TBI. Despite this significant societal impact, surprisingly little is known about the molecular mechanisms that actively drive axon degeneration in any context and particularly following TBI. Although severe brain injury may cause immediate disruption of axons (primary axotomy), it is now recognized that the most frequent form of traumatic axonal injury (TAI) is mediated by a cascade of events that ultimately result in secondary axonal disconnection (secondary axotomy) within hours to days. Proposed mechanisms include immediate post-traumatic cytoskeletal destabilization as a direct result of mechanical breakage of microtubules, as well as catastrophic local calcium dysregulation resulting in microtubule depolymerization, impaired axonal transport, unmitigated accumulation of cargoes, local axonal swelling, and finally disconnection. The portion of the axon that is distal to the axotomy site remains initially morphologically intact. However, it undergoes sudden rapid fragmentation along its full distal length ~72 h after the original axotomy, a process termed Wallerian degeneration. Remarkably, mice mutant for the Wallerian degeneration slow (Wlds) protein exhibit ~tenfold (for 2–3 weeks) suppressed Wallerian degeneration. Yet, pharmacological replication of the Wlds mechanism has proven difficult. Further, no one has studied whether Wlds protects from TAI. Lastly, owing to Wlds presumed gain-of-function and its absence in wild-type animals, direct evidence in support of a putative endogenous axon death signaling pathway is lacking, which is critical to identify original treatment targets and the development of viable therapeutic approaches. Novel insight into the pathophysiology of Wallerian degeneration was gained by the discovery that mutant Drosophila flies lacking dSarm (sterile a/Armadillo/Toll-Interleukin receptor homology domain protein) cell-autonomously recapitulated the Wlds phenotype. The pro-degenerative function of the dSarm gene (and its mouse homolog Sarm1) is widespread in mammals as shown by in vitro protection of superior cervical ganglion, dorsal root ganglion, and cortical neuron axons, as well as remarkable in-vivo long-term survival (>2 weeks) of transected sciatic mouse Sarm1 null axons. Although the molecular mechanism of function remains to be clarified, its discovery provides direct evidence that Sarm1 is the first endogenous gene required for Wallerian degeneration, driving a highly conserved genetic axon death program. The central goals of this thesis were to determine (1) whether post-traumatic axonal integrity is preserved in mice lacking Sarm1, and (2) whether loss of Sarm1 is associated with improved functional outcome after TBI. I show that mice lacking the mouse Toll receptor adaptor Sarm1 gene demonstrate multiple improved TBI-associated phenotypes after injury in a closed-head mild TBI model. Sarm1-/- mice developed fewer beta amyloid precursor protein (βAPP) aggregates in axons of the corpus callosum after TBI as compared to Sarm1+/+ mice. Furthermore, mice lacking Sarm1 had reduced plasma concentrations of the phosphorylated axonal neurofilament subunit H, indicating that axonal integrity is maintained after TBI. Strikingly, whereas wild type mice exhibited a number of behavioral deficits after TBI, I observed a strong, early preservation of neurological function in Sarm1-/- animals. Finally, using in vivo proton magnetic resonance spectroscopy, I found tissue signatures consistent with substantially preserved neuronal energy metabolism in Sarm1-/- mice compared to controls immediately following TBI. My results indicate that the Sarm1-mediated prodegenerative pathway promotes pathogenesis in TBI and suggest that anti-Sarm1 therapeutics are a viable approach for preserving neurological function after TBI.

In der Entwicklung des peripheren Nervensystems formen Schwannzellen eine Myelinscheide um Axone mit einem Durchmesser von mehr als 1 μm durch die Bildung multipler kompakter Membranschichten. Voraussetzung einer optimalen Nervenleitgeschwindigkeit ist dabei ein physiologisches Verhältnis der Dicke der Myelinscheide zu dem jeweiligen Axondurchmesser. Eine zentrale Rolle spielt dabei der axonale EGF-like growth factor NRG1 Typ III, der ErbB2/3- Rezeptoren der Schwannzelle bindet. Der PI3K-AKT-Signalweg ist ein bekannter intrazellulärer Effektor des ErbB2/3-Rezeptors und wurde bereits mit dem Prozess der Myelinisierung in Verbindung gebracht. Um die spezifische Funktion des PI3K-AKT-Signalwegs in Schwannzellen zu erforschen, generierten wir mit Hilfe des Cre/LoxP-Systems Mausmutanten, die eine zellspezifische Inaktivierung des Gens Phosphatase and Tensin Homolog (Pten) in myelinisierenden Gliazellen aufweisen (Pten-Mutanten). Der Verlust der Lipidphosphatase PTEN führte zu einer Anreicherung ihres Substrates, des second messenger Phosphatidyl-(3,4,5)-Trisphosphat (PIP3), und damit zu einer gesteigerten Aktivität des PI3K-AKT-Signalwegs in den Schwannzellen der Pten-Mutanten. Wir beobachteten in den Pten-Mutanten eine ektopische Myelinisierung von unmyelinisierten C- Faser-Axonen sowie eine Hypermyelinisierung von Axonen bis 2 μm Durchmesser. Bei Axonen über 2 μm Durchmesser kam es zu Myelinausfaltungen und fokalen Hypermyelinisierungen (Tomacula) anliegend an Regionen des unkompakten Myelins (Paranodien und Schmidt- Lantermann-Inzisuren). Weiterhin bildeten die mutanten Remak-Schwannzellen unkompakte Membranwicklungen um nicht-myelinisierte C-Faser-Axone und um Kollagenfaserbündel aus („Remak-Myelin“). Sowohl in den Regionen unkompakten Myelins als auch in Remak- Schwannzellen konnte eine erhöhte Aktivität des PI3K-AKT-Signalwegs nachgewiesen werden. Vermutlich setzt die Anreicherung von PIP3 mit Überaktivierung des PI3K-AKT-Signalwegs in den mutanten Gliazellen einen zellautonomen Prozess der Umwicklung von Axonen in Gang. Die zusätzliche Bildung von „Remak-Myelin“ um Kollagenfasern, die keine Membranoberfläche besitzen, weist darauf hin, dass dieser Prozess nicht von einer bidirektionalen axo-glialen Kommunikation abzuhängen scheint. Die beobachteten Tomacula und Myelinausfaltungen zeigten Ähnlichkeiten mit Mausmodellen für hereditäre Neuropathien des Menschen, wie HNPP und CMT4B. Wir vermuten, dass PTEN im unkompakten Myelin unkontrolliertes Membranwachstum verhindert und dass eine gestörte Balance von Phosphoinositiden einen Pathomechanismus von tomaculösen Neuropathien darstellt. Somit identifizieren wir den PI3K-AKT-Signalweg als ein mögliches Ziel zukünftiger Therapiekonzepte für hereditäre Neuropathien des Menschen.